НАЦІОНАЛЬНА АКАДЕМІЯ НАУК УКРАЇНИ
Інститут фізіології ім. О.О.Богомольця
Камишний Олександр Михайлович
УДК: 612.273.2.067:577.175.8:[591.443+591.147]-092.8
Функціональний стан лімфоїдної популяції вилочкової залози в динаміці
адаптації до гіпоксичної гіпоксії і при введенні нейропептидів
14.03.04 – патологічна фізіологія
Автореферат
дисертації на здобуття наукового ступеня
кандидата медичних наук
Київ – 2004
Дисертацією є рукопис.
Роботу виконано в Запорізькому державному медичному університеті МОЗ
України.
Науковий керівник: доктор медичних наук, професор
Абрамов Андрій Володимирович,
Запорізький державний медичний університет,
професор кафедри патологічної фізіології.
Офіційні опоненти: доктор медичних наук, професор
Гриневич Юрій Акимович,
завідуючий науково-дослідницькою лабораторією клінічної імунології
Інституту онкології АМН України;
доктор медичних наук, професор
Маньковська Ірина Микитічна,
завідуюча відділом по вивченню гіпоксичних станів
Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України
Провідна установа: Інститут геронтології АМН України, м. Київ
Захист дисертації відбудеться 18 травня 2004 року о 14 годині хвилин
на засіданні спеціалізованої вченої ради Д 26.198.01. Інституту
фізіології ім. О.О Богомольця НАН України за адресою: 01024, м.Київ,
вул. Богомольця,4.
З дисертацією можна ознайомитися в бібліотеці Інституту фізіології ім.
О.О Богомольця НАН України
Автореферат розіслано 18 квітня 2004 р.
Вчений секретар
спеціалізованої вченої ради,
доктор біологічних наук З.О. Сорокіна-Маріна
ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ
Актуальність теми. В останній час все більшу увагу фізіологів,
патофізіологів, лікарів різного профілю привертає проблема адаптації
людини до гіпоксії різних типів і зростання в процесі такої адаптації
функціональних можливостей зовнішнього дихання, кровообігу, транспорту
кисню до тканин та його утилізація в мітохондріях клітин (Серебровська
Т.В, 1992, Середенко М.М., 1998, Маньковська І.М., 2001). Вивчення
патогенезу гіпоксичних станів показало, що в умовах адаптації організму
до гіпоксичної гіпоксії відбуваються зміни в органах імунної та
ендокринної систем (Колчинская А.З., 1999; Китаєв М.И., 2000; Закусило
М.А., 2001; Hale L.P., 2002). Водночас, особливості функціонування
імунної системи в динаміці адаптації організму до гіпоксичної гіпоксії
вивчені недостатньо, а характер подібних змін і їхньої інтерпретації
відрізняються деякою суперечливістю. Так, більшістю авторів признається
гнітюча дія високогірної гіпоксії на всі ланки імунітету, викликана
активацією гіпофізарно-надниркової системи та імуносупресивною дією
стероїдних гормонів (Battelli M.G., 2001; Trubiani O., 2002). З іншого
боку, ряд даних свідчить про те, що в результаті гіпоксичних тренувань
(ГТ) у лімфоїдних органах збільшується число лімфоцитів, підвищується їх
мітотична активність, що супроводжується вираженою активацією біосинтезу
ДНК і РНК у лімфатичних клітинах (Torres-Roca J.F., 2000), – тобто
гіпоксія може виступати як самостійний мітотичний чинник (Шевченко Ю.Л.,
2000). У цьому зв’язку, представлялося доцільним вивчити вплив
періодичних гіпоксичних тренувань на стан лімфоїдної популяції
вилочкової залози щурів.
На сьогоднішній день доведено, що для імунної, нервової й ендокринної
систем організму характерний ряд загальних регуляторних механізмів,
реалізованих за допомогою нейропептидів центральної нервової системи,
цитокинів клітин імунної системи і системою рецепторів до цих лігандів
(Резников А.Г, 1993, Savino W.,1995; Arzt E., Dardenne M., 1999).
Морфологічно існування єдиної нейроімунноендокринної системи
підтверджується наявністю в лімфоїдних органах пептидергичних нервових
терміналей (Besedovsky H.O., 1996), що можуть безпосередньо контактувати
з лімфоцитами, макрофагами і клітинами строми (Blalock E.D., 1994).
Спектр нейропептидів у цих терміналях дуже широкий і для усіх них
описані імуномодуляторні функції (Гриневич Ю.А., 1989, Savino W.,
Dardenne M., 2000). Одним із представників сімейства нейропептидів, що
мають, як вважають, важливе значення в регуляції функції вилочкової
залози, є нейропептид Y (NPY), що надходить у залозу по симпатичних
NPY-ергичних нервових волокнах (Petito J. M., 1994; Schwarz H., 1994),
головним чином із гипоталамуса і довгастого мозку (Колесник Ю.М.,
Абрамов А.В., 2001). Окремі автори свідчать, що макрофаги і лімфоцити
здатні самостійно синтезувати NPY (Romano T.A., 1994), що підтверджено
методом гібридизації in situ ( HYPERLINK
“http://premium:85/liga/authors/76724” \o “Открыть новое окно со списком
всех работ этого автора” \t “abstract” Kogner P. , 1992). Вважають, що
NPY є одним із найбільш активних імуномодуляторів, який впливає на
розвиток лімфоцитів і макрофагів, стимулюючи їх проліферацію (Dureus P.,
1993). Добре вивчений гіпоталамічний нейрогормон окситоцин так само бере
участь у регуляції функції вилочкової залози. Вважають, що окситоцин
регулює процеси внутрішньотимічного диференціювання і дозрівання Т
лімфоцитів (Jenkins J.S., 1991). Крім того, було встановлено, що
експресія гена окситоцина і синтез мРНК до нього спостерігається в
нейроендокринних клітинах вилочкової залози (Dacosta A.P.C., 1996).
Таким чином, нейроімуноендокринні взаємодії грають важливу роль у
розвитку лімфоцитів і формуванні імунної відповіді в здоровому організмі
(Rameshwar P., 1992). При цьому значний інтерес представляє вивчення
впливу екзогенного введення гормонів центральної нервової системи
нейропептида Y і окситоцина на процеси імуногенезу в вилочковій залозі.
Зв’язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дослідження,
результати яких відображені в даній роботі, виконувалися в рамках
науково-дослідницької роботи кафедри патофізіології Запорізького
державного медичного університету „Роль пептидергічної системи
гіпоталамуса в регуляції ендокринної функції підшлункової залози і стану
міокарда в нормі і при цукровому діабеті й обґрунтування способів
корекції її порушень за допомогою синтетичних нейрогормонів” (№
держреєстрації 0198U004224) і „Роль порушень нейроімуноендокринних
взаємовідносин у розвитку експериментальної і клінічної патології” (№
держреєстрації 0103U000937)”, у яких дисертант був співвиконавцем.
Метою дослідження було вивчення структури і функціонального стану
лімфоїдної популяції вилочкової залози в нормі, у динаміці адаптації до
гіпоксії і після введення нейропептидів.
Задачі дослідження:
1. вивчити морфофункційний стан лімфоїдної популяції вилочкової залози у
інтактних щурів і в динаміці адаптації організму до гіпоксичної
гіпоксії;
2. вивчити особливості диференціювання лімфоцитів у вилочковій залозі і
визначити їхню проліферативну активність у інтактних щурів і в динаміці
гіпоксичних тренувань;
3. вивчити морфофункційний стан лімфоїдної популяції вилочкової залози
щурів після багатоденного інтрацеребровентрикулярного і
інтраперитонеального введення окситоцину і нейропептиду Y;
Об’єкт дослідження: вилочкова залоза щурів.
Предмет дослідження: структура і функціональний стан лімфоїдної
популяції вилочкової залози щурів.
Методи дослідження: Для виконання поставлених у дисертації задач
використовувалися сучасні морфометричні, гістохімічні та
імуноцитофлюоресцентні методи аналізу гістологічного матеріалу і методи
математичного класифікаційного і статистичного аналізу отриманих
результатів.
Про функціональний стан лімфоїдних клітин вилочкової залози робили
висновки на підставі вивчення серійних гістологічних зрізів із різних
відділів залози і даних морфометричних і денситометричних характеристик
при фарбуванні гематоксиліном-еозином, даних імунноцитофлюорисцентного
виявлення клітинних антигенних маркерів CD4, CD8 і CD134, а також даних
виявлення ядерного антигену клітинної проліферації PCNA.
Всі отримані експериментальні дані обробляли на IBM-сумісному
персональному комп’ютері пакетом прикладних і статистичних програм
VIDAS-2.5 (Kontron Elektronik, Німеччина) і EXCEL з пакета MS Office
2000 (Microsoft Corp., США). Статистичне оцінювання експериментальних
даних і вірогідність відмін в групах визначали t-статистикою Ст’юдента.
Наукова новизна одержаних результатів. У цьому дослідженні були
встановлені особливості функціонального стану лімфоїдної популяції
вилочкової залози щурів в динаміці гіпоксичних тренувань і при
багатократному введенні окситоцина і нейропептида Y. В результаті
проведених досліджень були встановлені нові фундаментальні факти,
основними з яких є наступні:
– гіпоксичні тренування стимулюють зростання щільності популяції
лімфоцитів у всіх морфофункціональних зонах вилочкової залози, що при
тривалій кількості сеансів досягається за рахунок посилення
проліферативної активності лімфоїдних клітин; при цьому істотної зміни
процентної частки деструктивно змінених лімфоцитів і апоптотичних клітин
не спостерігається;
– у динаміці гіпоксичних тренувань у мозковій речовині вилочкової залози
спостерігаються фазні зміни щільності популяції CD4 і
CD8-імунопозитивних лімфоцитів різних класів, що характеризуються
збільшенням чисельності імунопозитивних клітин після 5 гіпоксичних
тренувань із наступним відновленням чисельності до кінця 20 гіпоксичних
сеансів;
– під впливом гіпоксичних тренувань у корковій речовині вилочкової
залози спостерігаються різнонаправлені зміни щільності популяції CD4 і
CD8-імунопозитивних лімфоцитів – стійка тенденція до зниження
чисельності CD4- імунопозитивних лімфоцитів при короткочасному
наростанні кількості CD8-імунопозитивних лімфоцитів;
– гіпоксичні тренування приводили до короткочасного наростання щільності
популяції активованих CD134-імунопозитивних лімфоцитів у мозковій
речовині і фазних змінах їхньої чисельності в корковій речовині
вилочкової залози;
– багатоденне введення окситоцина і нейропептида Y приводить до
збільшення щільності популяції лімфоцитів у вилочковій залозі і
зменшення частки деструктивно змінених і апоптотичних клітин.
Практичне значення одержаних результатів. У роботі був обґрунтований,
розроблений і апробований алгоритм автоматизованого аналізу структури
лімфоїдної популяції, що оснований на використанні системи цифрового
аналізу зображень. Розроблена нами методика дозволяє швидко і якісно
проводити комплексний цитологічний, морфометричний і денситометричний
аналіз лімфоїдної популяції будь-якого органа імунної системи, що може
застосовуватися в практичній роботі морфологами, гістологами й
імунологами.
Проведені дослідження встановили позитивний вплив гіпоксичних тренувань
на функціональний стан лімфоїдної популяції, що характеризувалося
наростанням щільності популяції лімфоцитів у всіх морфофункціональних
зонах вилочкової залози, посиленням проліферації лімфоцитів і їхнього
диференціювання убік збільшення утворення CD4-імунопозитивних клітин
(Т-хелперів) і помірного підвищення кількості CD8-імунопозитивних клітин
(Т-кіллерів). Отримані дані свідчать про імуностимулюючий характер
дозованих гіпоксичних тренувань, що може бути використане в практичній
медицині в комплексному лікуванні імунодефіцитних станів.
У експерименті була встановлена спроможність синтетичних аналогів
окситоцина і нейропептида Y стимулювати збільшення щільності популяції
лімфоцитів вилочкової залози як при інтраперітонеальному їхньому
введенні, так і при інтрацеребровентрікулярному введенні зазначених
гормонів. Це свідчить про імуностимулюючу дію гіпоталамічних
нейропептидів і відчиняє перспективні можливості для їхнього
застосування з метою модуляції імунних процесів в організмі при
патології.
Результати наукових досліджень, викладених у дисертації, впроваджені у
навчальний процес на кафедрах патологічної фізіології Донецького і
Одеського медичних університетів.
Особистий внесок здобувача. Автором самостійно була визначена
актуальність теми, поставлені цілі і задачі дослідження, розроблені
методи рішення поставлених задач, написані всі розділи дисертації.
Дослідження структури лімфоїдної популяції вилочкової залози у всіх
експериментальних серіях автором проведені самостійно. Автором
самостійно було проведено імуноцитофлюоресцентне дослідження
проліферативної активності лімфоцитів і імунофлюоресцентне виявлення їх
CD-антигенів. Розробка алгоритмів автоматичного морфометричного і
денситометричного аналізів параметрів клітин, а також їх математичного
класифікаційного аналізу здійснювалася разом із співробітниками кафедри
патофізіології Запорізького державного медичного університету.
Апробація результатів дисертації. Результати роботи були повідомлені на
4-й Українській конференції молодих учених (Київ, 2003), на
науково-практичній конференції “Сучасні питання ендокринології” (Харків,
2003), на науково-практичній конференції “Роль імунної, ендокринної та
нервової систем у процесах морфогенезу та регенерації” (Запоріжжя,
2003), спільному засіданні кафедр патофізіології, нормальної фізіології,
оперативної хірургії і топографічної анатомії, патологічної анатомії,
фармакології, гістології й ембріології, ЦНДЛ Запорізького державного
медичного університету (Запоріжжя, 2003), на засіданні сектору
вісцеральних систем інституту фізіології ім. О.О. Богомольця (Київ,
2003).
Публікації. За матеріалами дисертації опубліковано 7 робіт, у тому числі
6 статей у профільних журналах, із яких 2 самостійно.
Структура й обсяг дисертації. Робота написана на 182 сторінках
машинописного тексту й складається з вступу, огляду літератури, розділу,
який висвітлює матеріали та методи дослідження, трьох розділів особистих
досліджень, обговорення отриманих результатів і висновків. Матеріали
дисертації проілюстровані 10 малюнками й 61 таблицею. Список літератури
включає 273 джерела вітчизняних й зарубіжних авторів.
ОСНОВНИЙ ЗМІСТ РОБОТИ
Матеріали та методи дослідження. Дослідження проведені на 132 самцях
щурів лінії Вістар масою 230-250 г. Тварини знаходилися в умовах
природного освітлення при вільному доступі до води і їжі. Об’єктом
дослідження у експериментальних тварин була вилочкова залоза.
Досліджувані тварини були розділені на одинадцять експериментальних
груп: інтактні щури, що служили контролем (група 1); щури, що
піддавалися гіпоксичним тренуванням різної тривалості – 5 (група 2), 10
(група 3), 15 (група 4) і 20 (група 5) сеансів на “висоті” 6000 м.
Контрольні щури, яким інтрацеребровентрикулярно або інтраперитонеально
вводили фізіологічний розчин (групи 6 і 7); щури, що піддавалися
введенню нейропептидів – інтрацеребровентрикулярному (група 8) і
інтраперитонеальному (група 9) введенню окситоцина,
інтрацеребровентрикулярному (група 10) і інтраперитонеальному (група 11)
введенню NPY. У всіх цих тварин була вивчена морфофункціональна
характеристика лімфоїдної популяції вилочкової залози.
Гіпоксичні тренування проводилися в вентильованій барокамері об’ємом 1,0
м? за допомогою широко використовуваної моделі (Колесник Ю.М., Абрамов
А.В., 1992). Режим гіпоксичних тренувань був таким: в 1-й день напруга
О2 у барокамері відповідала височіні 1 км, на 2-й день – 2 км, на 3-й –
3 км, на 4-й – 4 км, на 5-й – 5 км, на 6-й та в наступні дні – 6 км. Для
вивчення впливу окситоцина і NPY на структури вилочкової залози
застосовувалося багатократне інтрацеребровентрикулярне та
інтраперитонеальне введення їхніх синтетичних аналогів. Добір доз для
введення нейрогормонів здійснювався на підставі даних літератури
(Zarjevski D.,1994) і попередніх експериментів, проведених на кафедрі
патофізіології Запорізького медичного університету під керівництвом
завідуючого кафедрою д.м.н., професора Колесника Ю.М. (Колесник Ю.М.,
Абрамов А.В., 2001). Для введення використовувалися пептиди виробництва
фірми Peninsula Laboratories Ins., США. Для інтрацеребровентрикулярного
введення нейрогормонів щурам попередньо імплантували стальну стерильну
канюлю (калібр G 27) у правий латеральний шлуночок мозку під
етаміналовим наркозом (35 мг/кг інтраперитонеально) за допомогою
стереотаксичного апарату THORAX (Угорщина). На 8-й день після операції
тварин відбирали до експерименту. Нейрогормони вводили в обє’мі 0,5мл
водного розчину 0,9% NaCl один раз на день (с 10 до 12 годин) на протязі
10 днів. Щоденна доза нейрогормонів складала: синтетичного окситоцина –
0,3 нмоль, нейропептида Y – 2,3 пмоль. Багатократне інтраперитонеальне
введення нейрогомонів здійснювали також на протязі 10 днів. Щоденна доза
нейрогормонів складала: окситоцина – 3 нмоль, нейропептида Y – 0,6 нмоль
в 0,5 мл 0,9% NaCl. Контрольним тваринам інтраперитонеально чи
інтрацеребровентрикулярно на протязі 10 днів в такому ж обсязі вводили
фізіологічний розчин.
Структуру лімфоїдної популяції вилочкової залози вивчали за допомогою
морфометричного і денситометричного аналізу гістологічних зрізів,
пофарбованих гематоксилін-еозином, і взятих із різних відділів
вилочкової залози, із наступним математичним класифікаційним аналізом.
Для проведення подібного аналізу використовували мікроскоп Axioskop
(Zeiss, Німеччина), систему цифрового аналізу зображення VIDAS-386
(Kontron Elektronik, Німеччина), а також оригінальне програмне
забезпечення на основі макро-мови програмування і бібліотеки функцій із
програмного пакета VIDAS 2.5 (Kontron Elektronik, Німеччина).
Досліджували 4 морфологічні зони вилочкової залози – субкапсулярну,
внутрішню кортикальну (зону глибокої кори), медулярну і
внутрішньодолькові периваскулярні простори (ВПП). Ідентифікація клітин в
отриманому зображенні проводилася в автоматичному режимі за допомогою
пакета прикладних програм VIDAS-2.5 (Kontron Elektronik, Німеччина).
Основними морфометричними характеристиками клітин були їхня площа,
периметр, максимальний і мінімальний діаметри. Додатковими
морфометричними характеристиками клітин були коефіцієнти форми,
елонгації й еквівалентний діаметр. Денситометричними характеристиками
клітин, обумовлених також в автоматичному режимі, були їх абсолютна і
питома оптичні щільності. Крім зазначених характеристик лімфоїдних
клітин ми обчислювали абсолютну кількість клітин (на 1 мм? площі залози)
і відносну (%) щільність розподілу кожного класу клітин в окремих зонах
вилочкової залози.
Характеристику процесів антигенного диференціювання лімфоцитів оцінювали
імуноцитофлюоресцентним методом ідентифікації поверхневих антигенних
детермінант CD4, CD8 і CD134 у серійних гістологічних зрізах вилочкової
залози за допомогою моноклональних антитіл, кон’югованих з FITC (Beckman
Coulters, США) із наступним морфометричним аналізом і кількісною оцінкою
імуноцитофлюоресцентної реакції. При цьому досліджуваними параметрами
були – щільність CD-імунопозитивних лімфоцитів на 1 мм? тканини залози і
їхньої частки в структурі лімфоїдної популяції, щільність відповідних
CD-рецепторів на клітинній мембрані лімфоцитів, відповідність
визначеному морфофункціональному класу.
Стан проліферативної активності лімфоцитів вілочкової залози оцінювали
на основі високочутливої методики імунофлюоресцентного виявлення
ядерного антигену проліферуючих клітин PCNA за допомогою первинних
моноклональних антитіл та вторинних антитіл, кон’югованих з FITC (Sigma
Chemical, США).
Всі отримані експериментальні дані обробляли на IBM-сумісному
персональному комп’ютері пакетом прикладних і статистичних програм
VIDAS-2.5 (Kontron Elektronik, Німеччина) і EXCEL з пакета MS Office
2000 (Microsoft Corp., США). Статистичне оцінювання експериментальних
даних і вірогідність відмін в групах визначали t-статистикою Ст’юдента.
Основні результати дослідження. Результати проведеного аналізу
лімфоїдної популяції різних морфологічних зон вилочкової залози
контрольних щурів показали, що у всіх зонах переважала кількість малих
лімфоцитів, найбільш високі показники щільності популяції яких
визначалися в зоні глибокої кори (7999±233 клітин на 1 мм2 залози).
Найвища щільність лімфобластів визначалася в субкапсулярній зоні
вилочкової залози (667±47 клітин на 1 мм2 залози), щільність популяції
великих і середніх лімфоцитів була найбільш висока в медулярній зоні
(2866±120 та відповідно 3213±150 клітин на 1 мм2 залози). Щільність
популяції апоптотичних клітин найбільш висока в зоні глибокої кори
(1675±89 клітин на 1 мм2 залози), а найнижча – у медулярній зоні (744±66
клітин на 1 мм2 залози). Найбільш високі параметри сумарної питомої
щільності лімфоцитів характерні для внутрішньої зони коркової речовини
тимусу (15547±133 клітин на 1 мм2 залози), а найменші – для медулярної
зони (таблиця 1). Близьку гістофізіологічну картину тимусу описують і
інші автори (Kendall M.D., 1990, Ивановская Т.Е., 1996, Сапин М.Р.,
1996, Varas A., 2000). Отримані нами дані збігаються з результатами
досліджень ряда авторів стосовно вмісту лімфобластів в тимусі і значною
мірою не співпадають з кількісною оцінкою малих лімфоцитів та процентом
деструктивно змінених і апоптотичних лімфоцитів (Іванов М.Є., 1996,
Волошин Н.А., Григорьева Е.А., 2000). При цьому останній параметр на
порядок вищий, ніж в цитованих дослідженнях. Це обумовлено тим, що
застосування суворих математичних класифікаційних критеріїв сприяє
диференціації групи деструктивно змінених клітин в кожному класі
лімфоїдних клітин, які слід розглядати як апоптотичні лімфоцити. Так,
звертає увагу той факт, що в результаті класифікаційного аналізу в
кожному з диференційованих класів лімфоцитів чітко відокремлювалась
група клітин, що відрізнялися від нормальних суттєвим, на 25-30%,
зниженням показників коефіцієнтів форми та елонгації. При цьому частка
таких клітин у різних зонах тимусу знаходиться в межах 20-23% від усієї
популяції лімфоцитів і характеризує групу деструктивно змінених клітин.
Таблиця 1
Будова лімфоїдної популяції вилочкової залози у щурів в нормі (М±m)
Морфофункціональні зони Сумарна щільність нормальних лімфоцитів Сумарна
щільність лімфоцитів з ознаками деструкції та апоптотичних лімфоцитів
Субкапсулярна зона 12141±153 3932±54
24,5±0,3%
Зона глибокої кори 15547±133 5677±61
26,7±0,3%
Внутрішньодолькові периваскулярні простори 12416±151 4271±63
25,6±0,4%
Медулярна зона 11282±131 3175±47
22,0±0,3%
Примітка: у чисельнику – щільність клітин (на 1 мм2 площі зріза
вилочкової залози), у знаменнику – їх процентна частка в будові
лімфоїдної популяції.
По нашим даним, у корковій речовині тимусу виявляється до 1,5%
деструктивно змінених лімфобластів, по 4,5% деструктивно змінених
великих і середніх лімфоцитів і близько 13% деструктивно змінених малих
лімфоцитів від загальної кількості клітин. Відомо, що в тимусі
відбувається антигенна селекція Т-лімфоцитів, що супроводжується
елімінацією аутоагресивних клонів (Ярилин А.А., 2003). Згідно з
експериментальними даними, у тимусі гине до 25-29% лімфоцитів у добу
(Aguilar L.K., 1994), при цьому основний механізм їхньої загибелі –
апоптоз з наступним фагоцитозом їх макрофагами (Фильченков А.А., Стойка
Р.С., 1999). Тому ми вважаємо, що однією з перших ознак розвитку
апоптозу є деструктивні зміни у лімфоцитах вилочкової залози. В цілому,
використання сучасних методів клітинного аналізу, які базуються на
застосуванні комп’ютерних систем аналізу зображення, дозволяє виключити
розбіжності, які створюються фактором людини, і досягти точних і
статистично вірогідних результатів. Автоматичний морфометричний і
денситометричний аналіз в поєднанні з класифікаційним аналізом дозволяє
вивчити значну популяцію лімфоїдних клітин і одержати статистично стійку
і вірогідну інформацію про структурно-функціональний стан лімфоїдних
органів.
Сучасна оцінка функціонального стану процесів диференціації клітинних
елементів вилочкової залози вимагає урахування фенотипу лімфоцитів, при
цьому основні ознаки зрілих клітин виражаються синтезом CD4+ рецепторів
Т- лімфоцитами хелперами і CD8+ рецепторів Т- лімфоцитами кіллерами
(Punt J.A., Havran W., Abe R., 1997). Проведені нами дослідження
процесів диференціації лімфоцитів у корковій і мозковій речовині
вилочкової залози інтактних щурів показали, що синтез клітинних
рецепторів спостерігається вже в лімфобластах і продовжується в клітинах
інших класів. Це не суперечить тому факту, що поява CD4+ і СD8+
рецепторів є ознакою зрілої клітини, тому що моноклональні антитіла
виявляють CD4+ і CD8+ антигени як на етапі їхнього внутрішньоклітинного
синтезу, так і після їх презентації на клітинній мембрані (Van Meerwijk
J.P., 1998).
На одиницю площі коркової речовини вилочкової залози ідентифікується в
2,4 рази більше CD4-імунопозитивних лімфоцитів, у тому числі в 2 рази
більше великих, у 3 рази більше середніх і більш ніж у 3,5 рази більше
малих лімфоцитів. Питома щільність CD8- імунопозитивних лімфоцитів у
досліджуваних зонах приблизно однакова. Звертало на себе увагу, що серед
CD4 і CD8-імунопозитивних лімфоцитів коркової і мозкової речовини
переважали великі лімфоцити.
Одним з важливих ознак активації Т-лімфоцитів є експресія поверхневого
CD134+ антигену, що є рецептором до фактора некрозу пухлин альфа (TNF?).
Імунофлюоресцентне виявлення CD134+рецептора в клітках дозволило
ідентифікувати активовані лімфоцити, частка яких у корі тимусу в нормі
складала 1% від загальної популяції лімфоцитів без ознак деструкції. Як
ми установили, серед CD134-імунопозитивних клітин переважали малі
лімфоцити, кількість яких була в 2 рази більша, ніж великих і середніх
лімфоцитів і в 3 рази більша, ніж лімфобластів. Частка
CD134-імунопозитивних лімфоїдних клітин у мозковій речовині вилочкової
залози в нормі складала 2,6% від загальної популяції лімфоцитів без
ознак дегенерації. Серед них переважали малі лімфоцити, відсоткова
частка яких складала більш ніж 50% від усіх CD134-імунопозитивних
лімфоцитів, у 3 рази менше було CD134-імунопозитивних великих і середніх
лімфоцитів і в 4 рази менше – CD134-імунопозитивних лімфобластів.
Визначення щільності CD134+ рецепторів у лімфоїдних клітках показало, що
CD134-імунопозитивні лімфобласти характеризувалися найбільшою кількістю
поданого показника, а в міру дозрівання лімфоїдних клітин щільність
CD134+ рецепторів зменшувалася.
0Rxz?O?
?
?
:
@
B
?B
D
F
H
`
b
’
.0?Oe0
†
?
?
„@
„?^„@
„@
„?]„E^„@
„H
^„H
„@
„?^„@
„@
„?]„E^„@
r6rnaUnaaaaanaCCaaµµ§
??????????
^
@лімфоїдних клітин у загальній структурі лімфоїдної популяції клітин без
ознак дегенерації вище в 3,1 рази, ніж у корі. При цьому в структурі
PCNA-імунопозитивних лімфоцитів домінують малі лімфоцити, частка яких у
3-4 рази вище відсоткової частки проліферуючих клітин інших класів.
Аналізуючи динаміку щільності популяції лімфоїдних клітин у різних зонах
вилочкової залози після гіпоксичних тренувань, можна виділити наступні
закономірності: у всіх зонах і практично в усі терміни досліджень
вірогідно збільшувалася в порівнянні з контрольною групою тварин сумарна
щільність лімфоцитів (рис. 1) та щільність популяції малих і середніх
лімфоцитів. Так, в результаті гіпоксичних тренувань щільність лімфоцитів
у корковій речовині тимуса збільшувалась на 45% (р
Нашли опечатку? Выделите и нажмите CTRL+Enter
