.

Метаболізм ксенобіотиків – субстратів цитохрому р450 в умовах голо-дування, введення індукторів та інгібіторів (автореферат)

Язык: украинский
Формат: реферат
Тип документа: Word Doc
162 3502
Скачать документ

АКАДЕМІЯ МЕДИЧНИХ НАУК УКРАЇНИ

ІНСТИТУТ ГЕРОНТОЛОГІЇ

КАЧУЛА СЕРГІЙ ОЛЕКСАНДРОВИЧ

УДК 577.15/.11: 542.978:612.391

Метаболізм ксенобіотиків – субстратів цитохрому р450 в умовах
голодування, введення індукторів та інгібіторів

03.00.04 – біохімія

АВТОРЕФЕРАТ

дисертації на здобуття наукового ступеня

кандидата медичних наук

Київ-2004

Дисертацією є рукопис.

Робота виконана в Вінницькому національному медичному університеті
ім.М.І.Пирогова МОЗ України

Науковий керівник: Доктор медичних наук, професор Пентюк Олександр
Олексійович, завідувач кафедри загальної та біологічної хімії
Вінницького національного медичного університету ім.М.І. Пирогова,
завідувач медико-біологічної лабораторії Інституту хімії поверхні НАН
України

Офіційні опоненти: Доктор медичних наук, Літвінова Надія Володимирівна,
головний науковий співробітник відділу біохімічної фармакології
Інституту фармакології та токсикології АМН України

Доктор медичних наук, доктор біологічних наук професор Жуков Віктор
Іванович, завідувач кафедри загальної та біологічної хімії Харківського
державного медичного університету МОЗ України

Провідна установа: Національний медичний університет

ім. О.О. Богомольця МОЗ України, кафедра біоорганічної, біологічної та
фармацевтичної хімії, м.Київ

Захист дисертації відбудеться ” 20 ” травня 2004 року о 13 год на
засіданні спеціалізованої вченої ради Д 26.551.01 при Інституті
геронтології АМН України за адресою: 04114, м. Київ, вул. Вишгородська,
67

З дисертацією можна ознайомитись у бібліотеці Інституту геронтології АМН
України ( 04114, м. Київ, вул. Вишгородська, 67).

Автореферат розісланий “_14___” квітня 2004 року.

Вчений секретар

спеціалізованої вченої ради Д 26.551.01,

кандидат медичних наук Потапенко Р.І.

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ

Актуальність роботи. В процесі еволюції в живих організмах сформувались
ферментні системи, які забезпечують їх виживання в умовах агресивного
хімічного оточення. Ці системи представлені численними родинами
ферментів та їх множинними формами, які здійснюють окислення,
відновлення, гідроліз та кон’югацію чужорідних речовин. Система
біотрансформації ксенобіотиків тісно поєднана з метаболізмом ендогенних
речовин і для більшості ферментів знайдені, як ксенобіотичні так і
ендобіотичні субстрати.

В більшості випадків метаболічні перетворення ксенобіотиків ведуть до
прискорення їх елімінації та зменшення біологічної активності [Nagahara
N. et al., 1999; Markowitz J.S., Patrick K.S., 2001; Desta Z. et al.,
2002]. Однак, нерідко в процесі метаболізму чужорідних речовин
утворюються реакційноздатні інтермедіати та активні форми кисню, які
ковалентно зв’язуються з клітинними макромолекулами, компонентами
мембран, ініціюють оксидативний стрес [Бутенко Г.М., 2002; Губський
Ю.І., Левицький Є.Л., 2002; Залесский В.Н., Великая Н.В., 2003; Bailey
M.J., Dickinson RG., 2003; Guengerich FP., 2003]. До такого типу
ксенобіотиків належать бромбензол та тетрахлорметан, які утворюють
реакційноздатні епоксиди та трихлорметильний радикал, відповідно
[Rombach E.M., Hanzlik R.P., 1999; Weber L.W. et al., 2003].

Тому зрозуміло, що індукція чи блокування активності метаболізуючих
ферментів може істотно вплинути на метаболізм ксенобіотиків та їх
токсичність. Наявність численних ферментів та поліморфізм їх множинних
форм, існування індукторів та інгібіторів з різним спектром дії,
унеможливлює апріорне прогнозування біологічних наслідків інтерференції
ксенобіотиків з модуляторами ферментів. Відомим індуктором є
фенобарбітал, який підсилює експресію більше 50 генів, включаючи
більшість ксенобіотик-метаболізуючих ферментів [Rushmore T.H., Kong
A.N., 2002]. Ацетон належить до індукторів, які переважно підвищують
активність Р4502Е1 і мало впливають на активність інших ферментів [Chen
R.M., Ueng T.H., 1997; Braun L. et al., 1998]. Особливим спектром дії
володіють сірковмісні сполуки часнику, які переважно індукують ферменти
другої фази метаболізму ксенобіотиків [Yang C.S. еt al., 2001].

Процеси біотрансформації ксенобіотиків можуть суттєво змінюватись при
різних фізіологічних станах, голодуванні, зміні раціону харчування,
захворюваннях, під впливом фармакотерапії [Парамонова Г.И., 2002; Nebert
D.W., Russell D.W., 2002]. Цукровий діабет, ожиріння, високожирове
харчування посилюють утворення активних інтермедіатів ксенобіотиків, як
це показано щодо парацетамолу [Lucas D. et al., 1998; Lieber C.S.,
2000].

Голодування є одним з поширених фізіологічних станів, супроводжує багато
захворювань і здатне суттєво змінити реакцію організму на дію багатьох
лікарських препаратів та токсикантів. Вже нетривале голодування (доба та
більше) може привести до важкого ураження печінки терапевтичними дозами
парацетамолу [Miles F.K. et al., 1999]. Механізми змін токсичності
ксенобіотиків при голодуванні остаточно не з’ясовані, тим більше, що не
завжди має місце підвищення їх токсичності, а нерідко реєструється і
зниження, як це показано щодо амфотерицину [LeBrun M. еt al., 1999]. Не
виключено, що зміни чутливості голодуючого організму до дії токсикантів
є наслідком перебудови ксенобіотик-метаболізуючих ферментних систем.
Виявилось, що цитохром Р4502Е1, який причетний до метаболічної активації
ксенобіотичних субстратів типу етанолу, парацетамолу,
нітрозодиметиламіну, толуолу, одночасно приймає участь у перетворенні
ацетону в субстрат глюконеогенезу – молочну кислоту [Lieber C., 1997;
Kalapos M.P., 2003] і його активність значно зростає при цукровому
діабеті, ожирінні, голодуванні. Однак, комплексних досліджень впливу
голодування на систему метаболізму ксенобіотиків, які б охоплювали не
лише ферменти окислювальної фази, але і кон’югаційні системи, ще не
проведено. Не з’ясовано, які саме метаболічні процеси, крім активації
цитохрому Р4502Е1, є відповідальними за формування зміни чутливості
голодуючого організму до дії ксенобіотиків. Існує необхідність більш
детального вивчення механізмів, через які відбуваються зміни
толерантності організму до ксенобіотиків, при різних фізіологічних і
патологічних станах, включаючи голодування, індукцію та інгібування
метаболізуючих ферментів. З’ясування цих питань дасть можливість
розробити ефективні підходи до прогнозування та попередження
несприятливої дії ксенобіотиків.

Зв’язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дисертаційна
робота виконана в рамках планової НДР кафедри загальної та біологічної
хімії Вінницького національного медичного університету ім. М.І.Пирогова:
“Використання модуляторів активності метаболізуючих ферментів та
сорбентів в якості засобів корекції фармакологічної активності та
токсичності лікарських засобів”(№ держреєстрації – 0101V002832).

Мета роботи: На основі дослідження біохімічних механізмів змін системи
біотрансформації ксенобіотиків під впливом голодування та введення
індукторів та інгібіторів метаболізуючих ферментів, експериментально
обґрунтувати підходи до підвищення опірності організму до несприятливої
дії ксенобіотиків в умовах голодування.

Задачі дослідження:

Оцінити вплив голодування та введення ацетону, фенобарбіталу, препарату
часнику INOD’AIL на ферментні системи першої (цитохроми Р4502Е1, 1А2,
2С, 2D, 3А) та другої фази метаболізму ксенобіотиків (глюкуроніл-,
сульфо-, глутатіон- та ацетилтрансферази) в печінці, нирках та легенях
щурів.

Оцінити силу кореляційного зв’язку активності ферментів метаболізму
ксенобіотиків з метаболічним статусом голодуючих тварин, а саме, з
рівнем глюкози, вільних жирних кислот, кетонових тіл в крові, вмістом
глікогену і активністю глюкозо-6-фосфатази в печінці.

В дослідах in vitro за допомогою специфічних інгібіторів оцінити
ізоензимний спектр монооксигеназних активностей, що індукуються при
голодуванні, введенні ацетону та фенобарбіталу.

Дослідити вплив голодування, введення ацетону, фенобарбіталу та
препарату INOD’AIL на біотрансформацію модельних препаратів –
сульфадимезину, амідопірину, ацетаніліду, толуолу, індометацину,
бромбензолу. Оцінити в якій мірі введення УДФ-глюкози та сульфату натрію
здатне компенсувати порушення метаболізму ксенобіотиків при голодуванні.

З’ясувати в якій мірі утворення активних інтермедіатів бромбензолу
залежить від активності метаболізуючих ферментів та дослідити вплив
голодування, індукторів і інгібіторів цих ферментів та препарату часнику
INOD’AIL на гепато-, нефро- та пульмотоксичність бромбензолу і
гепатотоксичність тетрахлорметану.

Об’єкт дослідження: печінка, нирки, легені, кров щурів, що голодували
або отримували індуктори чи інгібітори метаболізуючих ферментів.

Предмет дослідження: активність ферментів 1 та 2 фаз метаболізму
ксенобіотиків, процеси токсифікації та детоксикації ксенобіотиків –
субстратів цитохрому Р450, можливість фармакологічної корекції їх
токсичності.

Методи дослідження: біохімічні, фармакологічні та статистичні.

Наукова новизна одержаних результатів. Вперше встановлено, що навіть
короткочасне голодування (1-3 дні) супроводжується змінами профілю
цитохром Р450-залежних монооксигеназ та кон’югуючих ферментів в печінці,
нирках і легенях і порушеннями звичайних співвідношень між ферментами
першої та другої фази метаболізму ксенобіотиків. Під впливом голодування
посилюються активність цитохромів Р4502E1 та 3А та залежні від Р4502E1
етапи біотрансформації ацетаніліду, бромбензолу та толуолу. Це
проявляється зростанням екскреції з сечею меркаптуратних метаболітів
ацетаніліду і бромбензолу та метаболіту толуолу – гіпурової кислоти.
Однак, голодування веде до пригнічення монооксигеназних активностей,
каталізованих Р4502D, 2C та 1A2, що проявляється ослабленням залежних
від Р4502С процесів метаболічної елімінації індометацину та утворення
крезольних метаболітів толуолу.

Голодування обмежує здатність організму до кон’югації з глюкуроновою
кислотою, сульфатом та глутатіоном, причиною чого є пригнічення
УДФ-глюкуронілтрансферази, фенолсульфотрансферази,
глутатіон-S-трансферази та зменшення доступності кофакторів кон’югації.
На рівні цілого організму це проявляється зменшенням екскреції з сечею
глюкуронідних та сульфатних метаболітів ацетаніліду та бромбензолу.
Однак голодування, викликає підвищення вмісту ацетил-КоА та активності
N-ацетилтрансферази в печінці і посилює елімінацію з сечею
ацетильованого сульфадимезину.

Встановлено, що індуковані голодуванням зміни в активності ферментів
тісно корелюють зі ступенем активації процесів глюконеогенезу, ліполізу
і особливо кетогенезу, а введення тваринам ацетону імітує зміни
викликані голодуванням. Профіль монооксигеназних активностей індукованих
ацетоном є ідентичним такому, що виникає при голодуванні, але
відрізняється від такого індукованого плейотропним індуктором
фенобарбіталом, що підтверджено застосуванням інгібіторів, специфічних
до ізоформ цитохрому Р450.

Голодування та введення щурам ацетону, етанолу та фенобарбіталу значно
посилює токсичні ефекти бромбензолу щодо печінки, нирок і легенів. Це є
наслідком активації залежних від Р4502E1 реакцій утворення токсичних
метаболітів бромбензолу та гальмування шляхів, пов’язаних з кон’югацією
його метаболітів з глюкуроновою кислотою та сульфатом.

Інгібітори Р4502E1 – діетилдітіокарбамат та диметилсульфоксид і препарат
INOD’AIL є ефективними протекторами токсичності тетрахлорметану та
бромбензолу. Вони гальмують ССl4-залежну пероксидацію ліпідів мікросом,
зменшують утворення токсичних метаболітів бромбензолу, а INOD’AIL, крім
того ще посилює кон’югацію останніх з глюкуроновою кислотою та
сульфатом.

В умовах стимулювання процесів кон’югації введенням УДФ-глюкози та
сульфату натрію, відбуваються позитивні зміни профілю метаболітів
бромбензолу в сечі: зменшується частка меркаптуратів та бромкатехолів і
зростає частка нетоксичних кон’югованих бромфенолів. Введення
УДФ-глюкози зменшує токсичну дію бромбензолу щодо печінки, нирок та
легень.

На противагу голодуванню та введенню ацетону, препарат ІNOD’AIL
пригнічував активності, асоційовані з P4502E1, але стимулював активності
пов’язані з P4501А2, 2С, 2D, УДФ-глюкуронілтрансферази,
фенолсульфотрансферази та глутатіон-S-трансферази. На рівні цілісного
організму вплив INOD’AIL проявляється гальмуванням каталізованих P4502E1
реакцій метаболізму ацетаніліду, толуолу та бромбензолу, посиленням
кон’югації з глюкуроновою кислотою та сульфатом, зменшенням токсичності
бромбензолу та CCl4.

Високий індивідуальний рівень експресії Р4502E1 є предиктором підвищеної
чутливості щурів до гепатотоксичної дії бромбензолу і CCl4, а висока
активність глутатіон-S-трансферази, УДФ-глюкуронілтрансферази та
фенолсульфотрансферази, навпаки пов’язана зі зменшенням їх токсичності.

Практичне значення одержаних результів.Отримані результати поглиблюють
уявлення про особливості функціонування системи біотрансформації
ксенобіотиків в умовах голодування та введення індукторів і інгібіторів
метаболізуючих ферментів. Голодування, введення ацетону та
фенобарбіталу, викликають несприятливі зміни метаболізму ксенобіотиків,
зокрема активують залежні від Р4502Е1 шляхи токсифікації ксенобіотиків
та ослаблюють процеси їх детоксикації, через кон’югацію.

В клінічній практиці слід обережно відноситись до призначення в умовах
голодування препаратів, здатних утворювати токсичні метаболіти та
свідомо уникати їх поєднання з іншими засобами, спроможними індукувати
Р4502Е1, чи гальмувати процеси кон’югації. Слід також брати до уваги, що
голодування супроводжується пригніченням монооксигеназних активностей
залежних від ферментів підродини Р4502C і сповільненням елімінації
нестероїдних протизапальних засобів, як це показано на прикладі
індометацину.

Токсичність бромбензолу та CCl4 значною мірою визначається
індивідуальними особливостями експресії метаболізуючих ферментів. Висока
активність цитохрому Р4502Е1 та низька активність сульфотрансферази,
УДФ-глюкуронілтрансферази і глутатіон-S-трансферази є предикторами
високої токсичності CCl4 і бромбензолу.

Препарат INOD’AIL та УДФ-глюкоза є ефективними коректорами індукованих
голодуванням та введенням індукторів змін в біотрансформації і
токсичності ксенобіотиків-субстратів цитохрому Р450.

Результати роботи використовуються в навчальному процесі та практиці
наукових досліджень кафедр біохімії та фармакології Вінницького
національного медичного університету ім.М.І.Пирогова, Українського
державного НДІ реабілітації інвалідів, м. Вінниця, кафедри біохімії
Тернопільської державної медичної академії.

Особистий внесок здобувача. Дисертант самостійно проаналізував наукову
літературу за темою дослідження, сформулював та обґрунтував основні
положення дисертаційної роботи і налагодив методи досліджень. Всі
експериментальні дослідження по дисертації, здобувач провів особисто.

Апробація результатів дисертації. Основні положення дисертації викладені
на 2-й Українській науковій конференції з міжнародною участю “Актуальні
проблеми клінічної фармакології”. Вінниця, 1998); на конференціях
молодих вчених Вінницького національного медичного університету
(Вінниця, 2000, 2001, 2002 рр.), на засіданні товариств фармакологів та
біохіміків (м. Вінниця, 2001, 2002); на 2 національному з’їзді
фармакологів (Дніпропетровськ, 2001) на VIII Українському з’їзді
біохіміків (м. Чернівці, 2002).

Публікації. За темою дисертації опубліковано 10 наукових робіт: 6 статей
у журналах, що входять до переліку ВАК України (2 самостійно); 3 тез – в
матеріалах наукових конференцій та з’їздів; отримано патент на винахід.

Структура та обсяг дисертації. Дисертація викладена на 192 cторінках
машинописного тексту і складається з вступу, огляду літератури, розділу
присвяченому методам дослідження, 3-х розділів власних досліджень,
обговорення отриманих результатів, висновків, списку використаних
джерел. Робота проілюстрована 56 таблицями, 11 рисунками. Список
літератури містить 269 джерел (34 вітчизняних робіт та 235 робіт
іноземних авторів).

ОСНОВНИЙ ЗМІСТ РОБОТИ

Матеріали та методи дослідження. Досліди проведені на 368 білих
щурах-самцях популяції Вістар, які під час дослідів отримували
повноцінний крохмально-казеїновий напівсинтетичний раціон. Дослідження
виконані згідно правил гуманного відношення до експериментальних тварин
та затверджено комітетом з біоетики Вінницького національного медичного
університету.

Модель голодування викликали позбавленням щурів харчування протягом 1-3
діб, зберігаючи вільний доступ до води. УДФ-глюкозу (300 мг/кг) та
сульфат натрію (300 мг/кг) вводили голодуючим щурам внутрішньоочеревинно
за 3 і 6 год. до початку експерименту.

Ацетон вводили в дозах 250 та 1000 мг/кг через зонд в шлунок один раз на
добу, протягом 3-х днів. Фенобарбітал (70 мг/кг) вводили
внутрішньоочеревинно один раз на добу, протягом 5 днів. Препарат часнику
INOD’AIL (400 мг/кг) вводили перорально протягом 5 днів. Етанол (3 г/кг)
вводили через зонд в шлунок протягом 10 днів.

Метаболізм сульфадимезину оцінювали після його перорального введення в
дозі 100 мг/кг, за екскрецією з сечею метаболітів, кількість яких
визначали за методом Bratton-Marshall [Алимова М.М, Толкачевская Н.Ф.,
1962]. Біотрансформацію амiдопiрину досліджували після його
внутрішньоочеревинного введення в дозі 30 мг/кг. Метаболіти амiдопiрину
визначали за реакцією утворення iндофенолового барвника з фенолом [Попов
Т.А., Леоненко О.Б., 1977].

Ацетанiлiд, вводили внутрішньоочеревинно в дозі 100 мг/кг. Загальну
кількість його метаболітів (анiлiдних та амiнофенольних) оцінювали по
реакції дiазосполучення, частку амiнофенольних метаболітів – по реакції
утворення iндофенолового барвника [Коренман И.М., 1975; Сиггиа С., Ханна
Д.Г. 1983]. Вміст глюкуронiдів визначали карбазоловим методом [Yuki H.,
Fischman N.H.,1963], сульфатів – турбiдиметричним методом [Цевелева
И.А., 1971], меркаптурових кислот – по реакції з реактивом Елмана [Doorn
V.R. et al., 1981].

Толуол вводили перорально в дозі 100 мг/кг. Вміст гіпурової кислоти
визначали за реакцією з пірідином [Ogata M. et al., 1981], кількість
крезолів – за реакцією з 4-аміноантипірином [Коренман И.М., 1975].
Бромбензол вводили перорально в дозі 200 мг/кг. Вміст меркаптурових
кислот визначали за кількістю тіоефірів [Henderson PT. et al., 1984],
вільних та кон’югованих бромфенолів визначали за реакцією з
4-аміноантипірином [Коренман И.М., 1975], бромкатехолів – за реакцією з
хлоридом кобальту [Azouz W.M. et al., 1953].

Фармакокінетику індометацину оцінювали після перорального введення щурам
в дозі 30 мг/кг. Вміст індометацину в крові визначали через 0,5, 1, 2,
4, 8 та 12 годин методом високоефективної рідинної хроматографії
(хроматограф 1100 Leonardo (США), колонка Hypersil BDS C18, елюент 0,03М
цитратний буфер рН 3,9 – ацетонітрил, 50:50). Параметри фармакокінетики
розраховували за двохчастинною моделлю зі всмоктуванням [Холодов Л.Е.,
Яковлев В.П., 1985].

Гепатоцити одержували коллагеназним методом Сеглена [Осипова Л.А., та
співавт., 1986]. Життєздатність клітин оцінювали по їх профарбовуванню
трипановим синім, виходу лактатдегідрогенази в позаклітинну рідину та
зниженню вмісту відновленого глутатіону. Активність лактатдегідрогенази
(КФ 1.1.1.27) оцінювали по зниженню поглинання NADH [Кочетов Г.А.,
1980].

Мікросоми печінки, легень та нирок щурів отримували з
постмiтохондрiальної фракції за здатністю осаджуватись двохвалентними
катіонами. Чистоту мiкросомної фракції тестували за маркерними
ферментами мітохондрій, лізосом, плазматичних мембран та мiкросом
[А.А.Покровский, А.И.Арчаков, 1968]. В мікросомах визначали ацетанілід-
і анілінгідроксилазну активності за утворенням пара-амінофенолу,
амідопірин-N-, еритроміцин-N-, індометацин-О- та
метопролол-О-деметилазні активності – за утворенням формальдегіду
[Карузина И.И., Арчаков А.И., 1977; Коор D.R.,1986]. Активність
гексобарбіталгідроксилази оцінювали за утворенням
3-гідроксигексобарбіталу, кількість якого визначали хроматографічно
[Breyer U., Villumsen D., 1975]. Пара-нітрофенолгідроксилазну активність
оцінювали за швидкістю перетворення пара-нітрофенолу в
пара-нітрокатехол, [McCoy G.D., Koop DR., 1999]. Активність NADH і
NADPH-редуктаз (КФ 1.6.2.2 і 1.6.2.4) оцінювали за швидкістю відновлення
дихлорфеноліндофенолу [Карузина И.И., Арчаков А.И., 1977]. Активність
NADPH- та CCl4-залежного перекисного окислення ліпідів в мікросомах
визначали за утворенням малонового діальдегіду [Костюк В.А., 1991].

Активність УДФ-глюкуронілтрансферази (КФ 2.4.1.17) мікросом печінки
оцінювали за швидкістю кон’югації пара-нітрофенолу [Burchell B.,
Weatheril P., 1981]. В постмітохондріальній фракції визначали активність
N-ацетилтрансферази (КФ 2.3.1.5) за швидкістю кон’югації
пара-амінобензойної кислоти [Weber W.W., King C.M., 1981],
фенолсульфотрансферази (КФ 2.8.2.1) – за утворенням сульфоефіру
бета-нафтолу [Kempen G.M., Jansen G.S., 1971], глутатіон-S-трансферази
(КФ 2.5.1.18) – за утворенням кон’югатів глутатіону з
1-хлор-2,4-динітробензолом (альфа, мю та пі форми ферменту) [Habig W.H.,
Jacobi W.B., 1981]; з нітрогліцерином (мю форма) [Habig W.H., Jacobi
W.B., 1981;Nigam R, et al., 1996]; етакриновою кислотою (пі форма)
[Kashiwada M, et al., 1991].

В трихлороцтовому фільтраті органів визначали вміст відновленого
глутатiону та глутатіондисульфіду в глутатiонтрансферазнiй реакції
[Asaoka K., Takahashi K., 1981], цистеїн – за реакцією з нiнгiдрином
[Gaitonde M.K., 1967], глюкуронідів та сульфатів методами описаними
вище. Сумарний вміст КоА (КоА-SH та ацетил-КоА) в печінці визначали за
методом ацетилювання пара-амінобензойної кислоти [Островский Ю.М.,
1979].

Активність аланінамінотрансферази (КФ 2.6.1.2) та
аспартатамінотрансферази (КФ 2.6.1.1) визначали методом
Райтмана-Френкеля, активність гама-глутамілтрансферази (КФ 2.3.2.2) за
швидкістю вивільнення 4-нiтроанiлiну з гамма-глутамiлнiтроанiлiду, вміст
креатиніну за реакцією з пікриновою кислотою, сечовини –
диацетилмонооксимним методом [Меньшиков В.В., 1987]. Вміст малонового
диальдегіду визначали за реакцією з тіобарбітуровою кислотою [Владимиров
Ю.А., Арчаков А.А, 1972], фосфоліпідів – за утворенням гідрофобного
комплексу з феротіоціанатом амонію [А.А.Пентюк та співавт., 1987], білок
– мікробіуретовим методом [Кочетов Г.А.,1980]. Вміст кетонових тіл в
крові визначали мікродифузійним методом по реакції з саліциловим
альдегідом [Покровский А.А., 1969]. Неестерифіковані (вільні) жирні
кислоти визначали екстракційним методом за утворення мідних солей
[Меньшиков В.В., 1987]. Вміст глікогену визначали методом Зейфтера
[Асатиани В.С., 1957].

До мікросом печінки додавали інгібітори: P4502B – орфенадрін (0,2 мМ)
[Guo Z. et al., 1997], P4501A2 та P4502A6 – триптамін (0,05 мМ) [Zhang
W. et al., 2001 ], P4502В і 2С – хлорамфенікол (0,05 мМ) [He Y.Q. et al,
1995], Р4502С – диклофенак (0,1 мМ) Masubuchi Y. et al., 2001], P4502D –
хінідин (10 мкМ) [Bourrie M. et al., 1996], Р4503А – тролеандоміцін
(0,025-0,1 мМ) та кетоконазол (0,1 мМ) [Chang T.K. et al., 1994; Zhang
W. et al., 2002], Р4502Е1 – діетилдітіокарбамат (0,1 мМ) та
диметилсульфоксид (0,1%) [Bourrie M. et al., 1996; Hickman D. et al.,
1998; Busby W. et al., 1999].

Статистичну обробку результатів дослідів виконували методами біометрії
на основі комп’ютерної програми “Exel”. Для оцінки різниці між групами
застосовували t-критерій Ст’юдента, при визначенні зв’язків між
показниками – кореляційний аналіз [Гублер Е.В., 1978; Носков В.Н.,
1990].

Результати дослідження та їх обговорення. Голодування викликає значні
зміни вуглеводного та ліпідного обміну. На третій день голодування в
крові падає вміст глюкози (з 5,94(0,25 в контролі до 4,08(0,21 ммоль/л,
р>jlvaeaeUe

TH

th

`„

”y!

”y!

]„Cy^„Cy`„

ин-О-деметилазна активності під впливом фенобарбіталу зростали в межах
19-40%, а амідопірин-N-деметилазна та еритроміцин-N-деметилазна
активності – на 87 та 74%. INOD’AIL слабко впливав на зазначені
активності і вірогідно стимулював лише амідопірин- та
еритроміцин-N-деметилазні активності.

Під впливом фенобарбіталу та INOD’AIL в печінці в 1,6 та 1,7 рази
зростає активність УДФ-глюкуронілтрансферази, на 28 і 39% підвищується
активність фенолсульфотрансферази, на 37 та 54% зростає активність
глутатіон-S-трансферази. Фенобарбітал зменшує на 16% вміст відновленого
глутатіону в печінці, а INOD’AIL, навпаки підвищує його вміст на 14%.

В дослідах з використанням специфічних інгібіторів (орфенадріну,
триптаміну, хлорамфеніколу, диклофенаку, хінідину, тролеандоміцину,
кетоконазолу, діетилдітіокарбамату та диметилсульфоксиду) показано, що в
умовах голодування та введення ацетону переважно індукувались
монооксигеназні активності залежні від P4502Е1 та P4503А, а в умовах
індукції фенобарбіталом – активності, пов’язані переважно з підродинами
Р4502В, P4503А та частково з Р4502С і Р4501А2. ССl4-залежна пероксидація
ліпідів мікросом виявляє найбільший зв’язок з Р4502Е1, індукція якого
обумовлює приріст ССl4-залежної пероксидації в умовах голодування та
введення ацетону, але не фенобарбіталу.

Вплив голодування проявляється також і змінами в біотрансформації
модельних речовин в цілісному організмі (табл. 2). Голодування стимулює
ацетилування сульфадимезину, що проявляється зростанням екскреції з
сечею ацетилсульфадимезину. Введення ацетону суттєво не впливає на
метаболізм сульфадимезину, а фенобарбітал та INOD’AIL посилюють його.
Голодування стимулює на 31% перетворення амідопірину в 4-аміноантипірин
і стимулює ацетилування останнього (на 47%).

Таблиця 2

Вплив голодування, ацетону, фенобарбіталу та INOD’AIL на екскрецію з
сечею щурів метаболітів сульфадимезину, амідопірину, ацетаніліду та
толуолу (M(m)

Метаболіти в сечі за 12 годин, мкмоль/100 г маси щурів Контроль,

n=10 Голодуван-ня, 3 день,

n=10 Ацетон, 1000 мг/кг

n=10 Фенобарбітал, 70 мг/кг, n=8 INOD’AIL,

400 мг/кг,

n=9

Сульфадимезин ввели в дозі 36 мкмоль на 100 г маси щура

Вільний сульфадимезин 5,09(0,21 6,08(0,39 6,10(0,44 5,46(0,58 5,58(0,68

Ацетилсульфадимезин 3,69(0,16 7,56(0,65* 3,62(0,43 5,95(0,47* 6,24(0,70*

Загальний сульфадимезин 8,78(0,33 13,6(0,89* 9,72(0,84 11,4(1,02*
11,8(1,34*

Амідопірин ввели в дозі 12,8 мкмоль на 100г маси щура

Вільний 4-аміноантипірин 1,12(0,05 0,94(0,07 2,06(0,08* 1,36(0,05*
1,01(0,07

Ацетил-4-аміноантипірин 3,46(0,15 5,10(0,19* 4,36(0,26* 5,58(0,29*
4,96(0,17*

Загальний 4-аміноантипірин 4,58(0,15 6,04(0,24* 6,42(0,26* 6,93(0,29*
5,97(0,19*

Ацетанілід ввели в дозі 74 мкмоль на 100 г маси щура

Всі метаболіти ацетаніліду 58,5(2,27 53,0(1,29 56,3(1,39 65,9(1,32*
62,5(1,14*

Всі амінофеноли 41,7(1,50 32,0(0,88* 37,4(1,14* 52,3(1,28* 46,9(1,26*

Сума аніліну та ацетаніліду 16,8(1,16 21,2(1,22* 18,9(0,83 13,5(0,86*
15,6(1,01

Некон’юговані амінофеноли 2,48(0,13 6,76(0,34* 4,47(0,21*
3,53(0,16* 1,43(0,11*

Глюкуроніди амінофенолів 21,5(0,81 15,0(0,59* 17,0(0,82* 24,7(0,74*
27,6(0,99*

Сульфати амінофенолів 16,2(0,97 10,0(0,62* 12,2(0,65* 18,7(0,48*
18,8(0,83*

Меркаптуратні метаболіти 1,55(0,24 7,05(0,56* 7,92(0,56* 6,20(0,53*
1,05(0,15*

Толуол ввели в дозі 109 мкмоль на 100 г маси щура

Всі метаболіти 54,5(4,24 85,9(3,53* 97,1(2,85* 86,4(2,36* 50,0(1,98*

Гіпурова кислота 53,9(4,19 85,6(3,52* 96,6(2,83* 85,6(2,36* 49,2(1,95*

Крезоли 0,63(0,06 0,31(0,01* 0,49(0,03* 0,85(0,05* 0,77(0,04*

Примітка. “*” – вірогідні відмінності щодо контролю р

Нашли опечатку? Выделите и нажмите CTRL+Enter

Похожие документы
Обсуждение

Ответить

Курсовые, Дипломы, Рефераты на заказ в кратчайшие сроки
Заказать реферат!
UkrReferat.com. Всі права захищені. 2000-2020