.

Вплив функціонального стану атф-залежних калієвих каналів на процеси енергозабезпечення печінки і міокарда у щурів із різною резистентністю до гіпоксі

Язык: украинский
Формат: реферат
Тип документа: Word Doc
104 3307
Скачать документ

Київський національний університет імені Тараса Шевченка

Ткаченко Галина Михайлівна

УДК 612.3:612.26:612.814

Вплив функціонального стану атф-залежних калієвих каналів на процеси
енергозабезпечення печінки і міокарда у щурів із різною резистентністю
до гіпоксії

03.00.13 – Фізіологія людини і тварин

Автореферат

дисертації на здобуття наукового ступеня

кандидата біологічних наук

Київ – 2005

Дисертацією є рукопис

Робота виконана на кафедрі фізіології людини і тварин

Львівського національного університету імені Івана Франка

Науковий керівник: кандидат біологічних наук, доцент

Гордій Степан Костянтинович,

Львівський національний університет імені Івана Франка

Офіційні опоненти: доктор біологічних наук

Янчук Петро Іванович,

Київський національний університет

імені Тараса Шевченка,

доцент кафедри фізіології людини і тварин

доктор медичних наук

Анохіна Галина Анатоліївна,

Київська медична академія післядипломної освіти

імені П.Л. Шупика,

професор кафедри гастроентерології та дієтології

Провідна установа: Інститут фізіології імені О.О. Богомольця НАН України

Захист відбудеться “21” вересня 2005 р. о 16 годині на засіданні
спеціалізованої вченої ради Д 26.001.38 у Київському національному
університеті імені Тараса Шевченка за адресою: 03127, м. Київ, пр.
Глушкова, 2, корпус 12, біологічний факультет

З дисертацією можна ознайомитися у бібліотеці Київського національного
університету імені Тараса Шевченка за адресою: м. Київ, вул.
Володимирська, 58.

Автореферат розісланий “18” серпня 2005 р.

Вчений секретар

спеціалізованої вченої ради Цимбалюк О.В.

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ

Актуальність теми. Широка розповсюдженість гіпоксійних станів диктує
необхідність усестороннього пошуку ефективних природних метаболітів
обміну, що підвищують резистентність і функціональну активність не
тільки кардіоміоцитів, як переконливо показано низкою експериментів
(Маркова, 1998), а й інших систем організму. Тому використання природної
моделі – тварини із високою і низькою резистентністю до гіпоксії – може
слугувати зручним засобом оцінки підвищених вроджених адаптаційних
можливостей (Березовский и др., 1989; Лукьянова и др., 1991; Маркова,
1998; Кургалюк, 2003).

У механізмах пошуку фармакологічних агентів – модуляторів
окиснювально-відновних процесів у мітохондріях (МХ) – важливу роль
відведено активаторам АТФ-чутливих калієвих каналів (КАТФ-каналів),
кардіо- і гепатопротекторні властивості яких визначені низкою робіт щодо
ряду патологічних станів (Quast, 1992; Струтинський, Мойбенко, 2001;
Garlid, 2001; Полторак и др., 2002; Gross, 2003). З’ясовано, що
КАТФ-канали мають винятково важливе значення у забезпеченні
взаємозв’язку між метаболічним статусом і збудливістю мембран клітин
(Quayle et al., 1997), а у деяких типах клітин (гепатоцитах,
поперечносмугованих і гладеньких м’язах, нейронах, ?-клітинах
підшлункової залози) опосередковують дію гормонів та трансмітерів
(Ashcroft et al., 1992-1999; Liss, Roeper, 2001; Riedel et al., 2003;
Rosenblum, 2003). КАТФ-канали активуються у відповідь на метаболічний
стрес, спричинений зниженням рівня АТФ у клітинах (Gross, Auchampach,
1992; Szewczyk et al., 1996; Liu et al., 1998).

Кардіопротекторну дію активованих каналів у кардіоміоцитах пов’язують з
їхньою здатністю захищати клітини та мітохондрії від кальцієвого
перенавантаження, зберігати та запасати АТФ та стимулювати процеси
дихання й окиснювального фосфорилювання (Grover, Garlid, 2001). Такий
тип каналів було ідентифіковано у внутрішній мембрані мітохондрій
печінки щурів (Inoue et al., 1991). Тому застосування їхніх активаторів
або блокаторів модифікує функціонування мітохондрій шляхом зміни
енергопродукції у клітині. Не менш важливим є той факт, що оксид азоту
як медіатор клітинного метаболізму є ендогенним активатором каналів
даного типу (Shinbo, Iijima, 1997; Ockaili et al., 1999). Однак
особливості впливу модуляторів КАТФ-каналів на процеси енергетичного
забезпечення залежно від вихідної резистентності до гіпоксії з’ясовані
неповністю. Спрямована корекція процесів енергозабезпечення як
природними метаболітами обміну, так і фармакологічними препаратами на
основі модуляторів каналів даного типу розширює можливості формування
захисних ефектів при стресах різного ґенезу.

Зв’язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дисертація
виконана як частина комплексних НДР Львівського національного
університету імені Івана Франка: “Кальцієвий гомеостаз і енергетичний
метаболізм секреторних клітин травних залоз та їх зміни під впливом
екстремальних факторів”, № держреєстрації 0100U0011452 (2000-2002),
“Механізми Ca2+- і NO-залежної регуляції функціонування секреторних
клітин”, № держреєстрації 0103U001872 (2003-2005). Фрагменти
дисертаційної роботи виконані у рамках грантів для підтримки молодих
вчених Західно-Українським Біомедичним дослідницьким центром
(Україна-США): “The influence of ATP-sensitive potassium channel
modulators and nitric oxide on the energy support processes in heart and
liver of guinea pigs under myocardium dystrophia” (2003-2004).

Мета і завдання дослідження. Мета дослідження полягала у з’ясуванні
впливу активаторів та блокаторів КАТФ-каналів на функціональний стан
мітохондрій печінки та міокарда, процеси перекисного окиснення ліпідів
(ПОЛ) та стан системи антиоксидантного захисту (АОЗ) залежно від
вихідної фізіологічної реактивності та у взаємозв’язку із системою
оксиду азоту.

Для досягнення цієї мети були поставлені наступні завдання:

З’ясувати ефекти парентерального введення активатора КАТФ-каналів
пінацидилу та їхнього блокатора глібенкламіду на процеси
АДФ-стимульованого дихання мітохондрій печінки та міокарда, активність
ферментів системи АОЗ, інтенсивність процесів перекисного окиснення
ліпідів у крові та тканинах щурів із різною вихідною резистентністю до
гіпоксії.

Охарактеризувати показники мітохондріального енергозабезпечення,
ліпопероксидації та активності ферментів системи АОЗ у печінці і
міокарді щурів із різною резистентністю до гіпоксії за впливу
модуляторів КАТФ-каналів (пінацидилу і глібенкламіду) та стресу.

На основі отриманих даних (щодо модифікуючої дії пінацидилу і
глібенкламіду за стресу) з’ясувати механізм коригувальної дії
модуляторів мітохондріальних КАТФ-каналів (діазоксиду,
5-гідроксидеканоату) у регуляції процесів АДФ-стимульованого дихання,
інтенсивності процесів ПОЛ та активності ферментів антиоксидантного
захисту за моделі адреналінової міокардіодистрофії у мурчаків та щурів
із різною резистентністю до гіпоксії.

Дослідити функціонування мітохондрій печінки, інтенсивність процесів ПОЛ
за впливу пінацидилу і глібенкламіду у щурів після курсу інтервальних
гіпоксичних тренувань і стресу.

Об’єкт досліджень: процеси АДФ-стимульованого дихання у мітохондріях
печінки і міокарда щурів та мурчаків, перекисного окиснення ліпідів та
активність ферментів системи антиоксидантного захисту.

Предмет досліджень: механізми регуляції за участю активаторів і
блокаторів КАТФ-каналів процесів енергетичного забезпечення мітохондрій
печінки і міокарда щурів і мурчаків.

Методи дослідження: біохімічні (полярографічний, потенціометричний,
спектрофлуометричні), статистичні.

Наукова новизна одержаних результатів. Здійснено системне дослідження
дії активаторів КАТФ-каналів (пінацидилу, діазоксиду) та їхніх
блокаторів (глібенкламіду, 5-гідроксидеканоату) на процеси
функціонування мітохондрій печінки та міокарда за участю субстратів
циклу трикарбонових кислот, стан системи антиоксидантного захисту та
інтенсивність процесів ліпопероксидації залежно від вихідної
фізіологічної реактивності за стресу й адреналінової міокардіодистрофії.

Встановлено, що введення щурам із низькою резистентністю до гіпоксії
активатора КАТФ-каналів пінацидилу сприяє підвищенню ефективності
окиснювального фосфорилювання і синтезу АТФ за використання як субстрату
окиснення передусім сукцинату, а для тварин із високою резистентністю –
?-кетоглутарату. Ефекти пінацидилу нівелюються за впливу глібенкламіду –
блокатора КАТФ-каналів і супроводжуються зниженням спряженості процесів
дихання і фосфорилювання на тлі інтенсифікації процесів
вільнорадикального окиснення. Активатор мітохондріального типу
КАТФ-каналів діазоксид викликає помітнішу порівняно з впливом пінацидилу
активацію процесів окиснювального фосфорилювання (швидкість, спряженість
і ефективність енергетичних реакцій) у печінці і міокарді щурів із
низькою і високою резистентністю до гіпоксії.

З’ясовано, що ефекти парентерального введення активатора КАТФ-каналів
пінацидилу за стресу підвищують резистентніcть особин із низьким
потенціалом адаптаційних можливостей і пов’язані з економізацією роботи
дихального ланцюга МХ за переважного окиснення ?-кетоглутарату.

Показано, що інтервальна гіпоксія, яка індукує формування депо оксиду
азоту, особливо із поєднаним впливом активаторів КATФ-каналів може бути
ефективним засобом попередження мітохондріальних дисфункцій за
оксидативного стресу. Останнє посилює ефективність енергетичних реакцій
у МХ за впливу екстремальних чинників довкілля. Ці зміни пов’язуються
нами із зростанням ролі КATФ-каналів, що функціонують спряжено з оксидом
азоту.

Практичне значення одержаних результатів. Одержані експериментальні
дані, їхній аналіз та обґрунтування поглиблюють і уточнюють знання про
механізми впливу модуляторів КАТФ-каналів на функціонування
кисень-залежних процесів печінки та міокарда за стресових впливів. Вони
розширюють базу даних, необхідних для розробки фармакологічних методів
підвищення стійкості організму до негативних проявів катехоламінових
ушкоджень організму. Результати цих досліджень використовуються у
загальному курсі фізіології людини і тварин, спецкурсах з екологічної
фізіології, фізіології екстремальних станів, клітинних механізмів
регуляції обміну речовин, які читаються у Львівському національному
університеті імені Івана Франка, Львівському державному інституті
фізичної культури, Львівському національному медичному університеті
імені Данила Галицького. Крім того, одержані результати можуть мати
суттєве значення для кращого розуміння причин і розвитку патологічних
станів травних залоз і міокарда та розробки методів їх фармакологічної
корекції, а отже, є важливими для біології, медицини, ветеринарії та
екології. Вони можуть бути використані для підготовки спеціалістів
медико-біологічного профілю в інших учбових закладах.

Особистий внесок здобувача полягає у виконанні обсягу експериментальної
частини дисертації, плануванні, статистичній обробці результатів,
підборі і опрацюванні даних літератури, а також в аналізі і
інтерпретації одержаних результатів, оформленні наукових публікацій.
Здобувач разом із науковим керівником та за участю д.б.н., професора
Кургалюк Н.М. здійснювали планування досліджень, аналізували одержані
результати, формулювали основні і готували публікації до друку.

Апробація результатів дисертації. Результати досліджень, що включені до
дисертації та основні положення були представлені на: 4 Парнасівській
конференції (Вроцлав, 2002), VIII Українському біохімічному з’їзді
(Чернівці, 2002), ІІІ з’їзді Українського біофізичного товариства
(Львів, 2002), ІІІ Міжнародній конференції “Гіпоксія: механізми,
адаптація, корекція” (Москва, 2002), ІІ Всеукраїнській конференції
студентів та аспірантів (Київ, 2002), 6-й Пущинській школі-конференції
молодих вчених (Пущино, 2002), міжнародній науковій конференції
студентів та молодих учених “Політ-2002” (Київ, 2002), ювілейній
науковій конференції студентів, аспірантів і молодих вчених, присвяченої
180-річчю з дня народження Л.С. Ценковського (Одеса, 2003), VI і VIІ
Міжнародній науково-практичній конференції “Наука і освіта ’2003”
(Дніпропетровськ, 2004) та щорічних наукових конференціях Львівського
національного університету (2001-2004).

Публікації. Основні положення дисертаційної роботи висвітлені у 18
публікаціях, у тому числі 8 статтях, які опубліковані у наукових фахових
виданнях та 10 тезах доповідей.

Структура і обсяг роботи. Дисертація складається із вступу, огляду
літератури, опису об’єкта і методів досліджень, викладу отриманих
результатів, аналізу й узагальнення результатів дослідження, висновків,
списку використаних джерел (275 назв). Робота викладена на 150 сторінках
основного тексту, містить 26 таблиць, 45 рисунків.

МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕНЬ

Дослідження проводили на МХ печінки і міокарда та крові щурів-самців
лінії Вістар (n=6) і самців-мурчаків (n=6) з дотриманням вимог
“Європейської конвенції захисту тварин, які використовуються з
експериментальними та іншими цілями” (Страсбург, 18.03.1986), наказу МОЗ
УССР № 32 від 22.02.1988 р.

Окремі дослідження виконували на щурах, яких розділили на групи із
високою і низькою резистентністю до гіпоксії за методом В.Я.
Березовського (1975). Величину реакції тварин на гостру гіпоксію
оцінювали за часом їх перебування на “висоті” 12 000 м (“підйом” у
барокамері) до появи другого агонального вдоху або судом. Після поділу
тварин використовували у дослідженнях не раніше ніж за 14 діб адаптації.
Тваринам із ВР та НР вводили внутрішньоочеревинно у кількості 1 мл:
фізіологічний розчин, активатори КАТФ-каналів пінацидил (0,06 мг/кг,
“Sigma”, США), діазоксид (1 мг/кг, “Sigma”, США) або блокатори
глібенкламід (1 мг/кг, “Sigma”, США), 5-гідроксидеканоат (5 мг/кг,
“Sigma”, США). Час дії препаратів складав 30 хв, після чого тварин
декапітували під ефірним наркозом.

Окремі серії досліджень виконували на тваринах із ВР і НР за стресу. Для
цього щурів поміщали у закриту сіткою клітку, де відстань від води до
сітки становила 5 см згідно методу, запропонованого О.Н. Бондаренком і
співавт. (1999). Перед дослідом за 30 хв тваринам із ВР та НР
парентерально вводили 1 мл пінацидилу (0,06 мг/кг) або глібенкламіду (1
мг/кг).

З метою моделювання експериментальної адреналінової міокардіодистрофії
(АМД) (Маркова, 1998) тваринам одноразово внутрішньом’язово вводили 0,1%
розчин адреналіну гідрохлориду (1,5 мг/кг). Відомо (Маркова та ін.,
1997), що найпомітніші морфологічні і біохімічні зміни проявляються
упродовж першої доби після введення великих доз адреналіну (АД), тому з
метою виявлення максимальних порушень енергетичного метаболізму ми
вивчали процеси АДФ-стимульованого дихання МХ, стан системи АОЗ та
інтенсивність процесів ПОЛ на 24 годину від початку експерименту. Для
дослідження впливу модуляторів КАТФ-каналів їх вводили тваринам
дослідної групи внутрішньоочеревинно за 30 хв до введення АД.

Інші групи тварин використовували у досліді після курсу 14-денних
інтервальних гіпоксичних тренувань (ІГТ). Кожного дня тварин поміщали в
камеру, яку почергово впродовж 15-хвилинних інтервалів вентилювали
газовою сумішшю з 10% кисню в азоті та кімнатним повітрям. Кількість
таких циклів становила 5 на день. На наступну добу після останнього
курсу ІГТ дослідним тваринам вводили модулятори КАТФ-каналів
внутрішньоочеревинно за 30 хв до формуванні моделі стресу.

Виділення мітохондрій печінки і міокарда щурів й мурчаків. Мітохондрії
печінки виділяли методом диференційного центрифугування за схемою
досліду, що дозволяє зберігати нативність ізольованих органел
(Кондрашова и др., 1997; Kondrashova et al., 2001). Видалений з
декапітованих тварин орган поміщали у льодяне середовище гомогенізації
(-20С). Охолоджену тканину подрібнювали, пропускаючи через прес, і
гомогенізували в гомогенізаторі Поттера-Евельгейма при швидкості обертів
300/хв і 3 вертикальних ходах товкачика. Середовище гомогенізації для
печінки містило (в ммоль/л): KCl – 120, K2CO3 – 2, HEPES – 10, EGTA – 1
(pH 7,2). З 8%-го гомогенату центрифугуванням поетапно осаджували
фракцію ядер: 3 хв при 150 g і 4 хв при 300 g без зупинки центрифуги.
Мітохондріальну фракцію отримували центрифугуванням надосадової рідини
протягом 10 хв при 5500 g. Отриманий осад регомогенізували вручну (один
вертикальний хід товкачика) з середовищем гомогенізації, яке додавали з
розрахунку отримання суспензії МХ печінки з концентрацією 70-90 мг
мітохондріального білка в 1 мл. Концентрацію білка вимірювали за Лоурі
(Lowry et al., 1951). Середовище інкубації для МХ печінки містило (у
ммоль/л): KCl – 120, K2CO3 – 2, KH2PO4 – 2, HEPES – 10 (pH 7,2).

Мітохондрії міокарда виділяли методом диференційного центрифугування.
Середовище виділення містило (в ммоль/л): KCl – 180, 0,5% бичачий
сироватковий альбумін, HEPES – 10, EGTA – 10, pH 7,2 (Lass et al.,
1997). Дихання і окиснювальне фосфорилювання у МХ вивчали
полярографічним методом (Chance, Williams, 1955) із використанням
закритого електроду Кларка і полярографa LР-7. Середовище інкубації
містило (в ммоль/л): тріс-HCl – 30, KCl – 125, NaCl – 10, KH2PO4 – 5,
MgCl2 – 1,5, EGTA – 3, pH 7,2 (Borutaite, Brown, 1996). Як субстрати
окиснення використовували 0,35 мМ сукцинат, 1 мМ ?-кетоглутарат, 3 мМ
глутамат, 3 мМ піруват, 2,5 мМ малат. Також проводили аналіз з
використанням інгібіторів мітохондріального ферментного комплексу І (МФК
І) 10 мкМ ротенон, сукцинатдегідрогенази – 2 мМ малонату, реакцій
переамінування – 1 мМ амінооксіацетату. Додавали АДФ у полярографічну
комірку до кінцевої концентрації 200 мкмоль/л. За отриманими
полярограмами розраховували: стан відносного спокою (V2), швидкість
фосфорилюючого (у метаболічному стані 3 за Чансом, V3) та
контрольованого (в метаболічному стані 4, V4) дихання МХ, дихальний
контроль за Чансом (V3/V4), коефіцієнт ефективності фосфорилювання АДФ/О
та швидкість фосфорилювання Vф (Chance, Williams, 1955).

рН-метричне вивчення функціонування мітохондрій печінки реєстрували за
допомогою рН-метричної установки, зібраної на базі водневого електрода
ЭСЛ-43-07, універсального іонометра ЭВ-74, самописця КСП-4, магнітної
мішалки для розмішування суспензії та скляної термостатованої відкритої
комірки об’ємом 2 мл. Середовище інкубації містило (ммоль/л): KCl – 120,
K2CO3 – 2, KH2PO4 – 2, HEPES – 10 (pH 7,2). У середовище вносили 4-5 мг
мітохондріального білка. Відповідно до умов інкубації додатково вносили
СК (0,35 мМ), КГЛ (1 мМ). Розчини усіх речовин, які додавали у комірку,
попередньо доводили до рН середовища інкубації. Температура інкубації
становила 260С. Кількість протонів, які виділялись МХ, розраховували із
урахуванням буферної ємності середовища інкубації шляхом його титрування
0,01 М НCl. При визначенні кальцієвої ємності МХ на основі рН-метричних
записів у їх суспензію послідовно вносили СаCl2 (по 100 нмоль) за умов
відсутності у середовищі інкубації АТФ і Mg2+. Величину кальцієвої
ємності (нмоль Са/мг білка) реєстрували після настання швидкого виходу
Са2+ з МХ у середовище інкубації, яке супроводжується його залужненням.
Показник кальцієвої ємності МХ визначали у нмоль Са2+/мг білка. В основу
розрахунку виходу протонів з МХ печінки була покладена стехіометрія
1Н+/1Са2+ (Nicholls, Akerman, 1982).

Визначення концентрації метаболітів та активності ферментів. Активність
ферментів АОЗ визначали із застосуванням наступних методів:
супероксиддисмутази (СОД, КФ 1.15.1.1) у реакції з кверцетином (Костюк и
др., 1990), каталази (КФ 1.11.1.6) у реакції з молібдатом амонію
(Королюк и др., 1988), глутатіонпероксидази (КФ 1.11.1.9) згідно методу
(Моин и др., 1986) у реакції з реактивом Елмана, глутатіонредуктази (КФ
1.6.4.2) у реакції відновлення окисненого глутатіону за зниженням вмісту
НАДФН2 (Путилина, 1982), церулоплазміну (ЦП, КФ 1.16.3.1) у кольоровій
реакції з пара-фенілендіаміном (Колб, Камышников, 1982). Процеси ПОЛ у
крові і тканинах оцінювали за вмістом продуктів, які реагують з
тіобарбітуровою кислотою (ТБК-активних продуктів) згідно методу
(Тимирбулатов, Селезнев, 1981).

Активність ферментів аланін- (КФ 2.6.1.2) і аспартатамінотрансферази (КФ
2.6.1.1) визначали за методикою Осадчої (1982) у реакції з
2,4-динітрофенілгідразином, сукцинатдегідрогенази (СДГ, КФ 1.3.99.1) –
за методом Ещенко, Вольского (1982) у реакції відновлення фериціаніду.

Використовували реактиви класифікації х.ч., а також пінацидил,
діазоксид, глібенкламід і 5-гідроксидеканоат, АДФ, сукцинат,
?-кетоглутарат, піруват, глутамат, малат, амінооксіацетат, ротенон,
кверцетин, глутатіон окиснений, глутатіон відновлений, бичачий
сиворотковий альбумін, тріс, НЕРЕS, EGTA виробництва “Sigma” (США).

Статистичну обробку результатів проводили з використанням критерію
Стьюдента. Кореляційний аналіз отриманих результатів здійснювали з
використанням пакету програм “Statgraf”.

РЕЗУЛЬТАТИ ДОСЛІДЖЕНЬ ТА ЇХ ОБГОВОРЕННЯ

Роль модуляторів КATФ-каналів у функціонуванні мітохондрій печінки та
міокарда щурів із різною резистентністю до гіпоксії. Показано, що
введення щурам активатора КАТФ-каналів пінацидилу зумовлює неоднзначний
вплив на процеси функціонування МХ печінки у тварин із різною вихідною
стійкістю до дії гіпоксичного фактора. Зокрема, у щурів із НР за
окиснення СК спостерігається зростання спряженості фосфорилюючого
дихання та величини AДФ/О порівняно з контролем (рис. 1, 2).

А Б

Рис. 1. Спряженість процесів дихання та окиснювального фосфорилювання
мітохондрій печінки щурів із низькою (НР) і високою (ВР) резистентністю
до гіпоксії під впливом пінацидилу і глібенкламіду за використання як
субстрату 0,35 мМ сукцинату (А) та 1 мМ ?-кетоглутарату (Б).

Умовні позначення: 1 – контроль, 2 – введення пінацидилу, 3 – введення
глібенкламіду.

Примітка: * – різниця між показниками порівняно з контролем вірогідна,
P7O8U8Rv>2?X?Z?@N@®@?@B
DuouiossNssNssNssNssNssuououIouAuAuAu»uAu»uou?uouAuAuAuAu?ou?uAu?FuouAu

$

&

(

*

,

.

0

2

4

L

N

|

~

e

x

z

|

~

O

EHuy

???$? коефіцієнта кореляції отримано при введенні активатора пінацидилу
за стресу (r=0,75-0,89). Значення активності ферментів системи АОЗ були
кореляційно залежні (0,76-0,84) між показниками мітохондріального
дихання у групі тварин із НР у контролі і за умов стресу.

3. Оцінка функціонального стану мітохондрій печінки та міокарда щурів за
умов адреналінової міокардіодистрофії під впливом модуляторів
КАТФ-каналів. Однією з ланок патогенезу пошкоджень серця (Мойбенко,
Сагач, Ткаченко, 2004) за умов введення великих доз катехоламінів або їх
синтетичних аналогів, як і за умов моделювання стресу, є порушення
процесів енергозабезпечення клітин (Маркова, 1998). Відомо, що токсичний
ефект катехоламінів виявляється незалежно від того, чи вони введені
ззовні, чи має місце надмірна продукція їх у разі збудження
симпато-адреналової системи. Доведено, що АД у великих дозах незворотно
роз’єднує процеси окиснення і фосфорилювання (Бабский и др., 1997),
знижуючи концентрацію АТФ, креатинфосфату та активує вільнорадикальне
окиснення ліпідів (Василенко и др., 1989). Це підтверджують результати
наших досліджень (рис. 6).

Рис. 6. Вміст ТБК-активних продуктів у печінці (А) і міокарді (Б) щурів
із різною резистентністю до гіпоксії за введення пінацидилу і
глібенкламіду і адреналінової міокардіодистрофії.

Примітка. * – зміни вірогідні (P

Нашли опечатку? Выделите и нажмите CTRL+Enter

Похожие документы
Обсуждение

Ответить

Курсовые, Дипломы, Рефераты на заказ в кратчайшие сроки
Заказать реферат!
UkrReferat.com. Всі права захищені. 2000-2020